ПОРІВНЯННЯ ДЕРИВАТИЗАЦІЇ І ТВЕРДОФАЗНОЇ МІКРОЕКСТРАКЦІЇ РЯДУ АРОМАТИЧНИХ АЛЬДЕГІДІВ І ДІАЛЬДЕГІДІВ ДЛЯ ГХ/ПІД ВИЗНАЧЕННЯ У ВОДНИХ ЗРАЗКАХ
DOI: https://doi.org/10.17721/1728-2209.2024.1(59).3
Ключові слова:
твердофазна мікроекстракція, пробопідготовка, газова хроматографія, дериватизація, сорбціяАнотація
Вступ. Серед основник переваг хроматографії є можливість розділення і одночасного визначення великої кількості сполук. У випадку аналізу альдегідів, окрім оптимізації хроматографічного розділення і детектування, задля проведення аналізу розробляються методики, що включають пробопідготовку і дериватизацію з вибором оптимальних умов. Серед літературних методик наявні такі, що включають визначення від кількох до 80 і більше карбонільних сполук одночасно, а чутливість методик суттєво різниться. Метою роботи було дослідити відмінності у дериватизації з використанням О-(2,3,4,5,6-пентафторбензил)гідроксиламіну і у твердофазній мікроекстракції ряду ароматичних альдегідів і діальдегідів при газохроматографічному визначенні.
Методи. В роботі використано методи твердофазної мікроекстракції та газової хроматографії (з полуменево-іонізаційним детектором). При вимірюваннях, для яких було необхідно уникнути можливого впливу умов твердофазної екстракції на результати, було використано рідинну екстракцію гексаном.
Результати. За результатами дослідження доведено, що такі параметри дериватизації як рН і час реакції незначно відрізняються для ароматичних альдегідів і діальдегідів, в той час як вплив йонної сили при твердофазній мікроекстракції може приводити як до підвищення, так і до зменшення аналітичного сигналу залежно від структури (природи) альдегіду та його деривату. Наведені в роботі гістограми та графічні залежності площ піків аналітів від параметрів дериватизації і твердофазної мікроекстракції наочно характеризують вплив різних умов пробопідготовки на аналітичний сигнал альдегідів і, відповідно, на чутливість визначення.
Висновки. В даній роботі досліджено вплив параметрів дериватизації та твердофазної мікроекстракції альдегідів різної природи, а саме ароматичних і діальдегідів, на визначення з використанням газової хроматографії з полуменево іонізаційним детектором. Встановлено, що оптимальна температура при твердофазній мікроекстракції для більшості альдегідів становить 80 ℃, для 2-фуральдегіду аналітичний сигнал знижується на 30 % від максимального при підвищенні температури від 50 до 80 ℃, а перехід від 1 до 10 % вмісту хлориду натрію у водному розчині знижує аналітичний сигнал на 40 % для діальдегідів. Враховуючи вищеозначене, при хроматографічному визначенні суміші досліджуваних альдегідів спостерігається суттєва втрата у чутливості для деяких альдегідів. Тому при визначенні аналітів необхідно диференціювати умови дериватизації і твердофазної мікроекстракції ароматичних альдегідів і діальдегідів, а пробопідготовка зразків, що містять 2-фуральдегід має проводитися індивідуально за інших умов.
Посилання
Beránek, J., & Kubátová, A. (2008). Evaluation of solid-phase microextraction methods for determination of trace concentration aldehydes in aqueous solution. Journal of Chromatography A, 1209(1–2), 44–54. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2008.09.013
Calejo, I., Moreira, N., Araújo, A. M., Carvalho, M., De Lourdes Bastos, M., & De Pinho, P. G. (2016). Optimisation and validation of a HS-SPME-GC-IT/MS method for analysis of carbonyl volatile compounds as biomarkers in human urine: Application in a pilot study to discriminate individuals with smoking habits. Talanta, 148, 486–493. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2015.09.070
Lee, W., & Huang, C. (2019). Formation of disinfection byproducts in wash water and lettuce by washing with sodium hypochlorite and peracetic acid sanitizers. Food Chemistry. X, 1, 100003. https://doi.org/10.1016/j.fochx.2018.100003
Mosendz, A., Levchyk, V., & Zui, M. (2021). The preconcentration of aromatic aldehydes on polydimethylsiloxane-divinylbenzene fiber. Molecular Crystals and Liquid Crystals, 719(1), 71–83. https://doi.org/10.1080/15421406.2020.1862462
Mosendz, A., Levchyk, V., & Zui, M. (2024). Derivatization, solid-phase microextraction and gas chromatography for determination of dialdehydes—biomarkers of oxidative stress. Toxicological & Environmental Chemistry, 1–14. https://doi.org/10.1080/02772248.2024.2368109
O’Brien, P. J., Siraki, A. G., & Shangari, N. (2005). Aldehyde sources, metabolism, molecular toxicity mechanisms, and possible effects on human health. Critical Reviews in Toxicology, 35(7), 609–662. https://doi.org/10.1080/10408440591002183
Pacolay, B. D., Ham, J. E., & Wells, J. R. (2006). Use of solid-phase microextraction to detect and quantify gas-phase dicarbonyls in indoor environments. Journal of Chromatography A, 1131(1–2), 275–280. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2006.08.069
Rodigast, M., Mutzel, A., Iinuma, Y., Haferkorn, S., & Herrmann, H. (2015). Characterisation and optimisation of a sample preparation method for the detection and quantification of atmospherically relevant carbonyl compounds in aqueous medium. Atmospheric Measurement Techniques, 8(6), 2409–2416. https://doi.org/10.5194/amt-8-2409-2015
Rogers, C. A., Gaskin, S. E., Thredgold, L. D., & Pukala, T. L. (2023). An approach to quantify ortho-phthalaldehyde contamination on work surfaces. Annals of Work Exposures and Health, 67(7), 886–894. https://doi.org/10.1093/annweh/wxad039
Saison, D., De Schutter, D. P., Delvaux, F., & Delvaux, F. R. (2009). Determination of carbonyl compounds in beer by derivatisation and headspace solid-phase microextraction in combination with gas chromatography and mass spectrometry. Journal of Chromatography A, 1216(26), 5061–5068. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2009.04.077
Serrano, M., Gallego, M., & Silva, M. (2016). Analysis of endogenous aldehydes in human urine by static headspace gas chromatography-mass spectrometry. Journal of Chromatography A, 1437, 241–246. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2016.01.056
Tsai, S., & Kao, K. (2012). Determination of furfural in beers, vinegars and infant formulas by solid-phase microextraction and gas chromatography/mass spectrometry. International Journal of Environmental Analytical Chemistry, 92(1), 76–84. https://doi.org/10.1080/03067319.2010.496050
Tsikas, D. (2017). Assessment of lipid peroxidation by measuring malondialdehyde (MDA) and relatives in biological samples: Analytical and biological challenges. Analytical Biochemistry, 524, 13–30. https://doi.org/10.1016/j.ab.2016.10.021
Wang, Y., Wu, Q., Muskhelishvili, L., Davis, K., Wynne, R., Tripathi, P., Bryant, M. S., Rua, D., & Cao, X. (2021). Toxicity of Ortho-phthalaldehyde Aerosols in a Human in Vitro Airway Tissue Model. Chemical Research in Toxicology, 34(3), 754–766. https://doi.org/10.1021/acs.chemrestox.0c00379
Weitner, T., Inić, S., Jablan, J., Gabričević, M., & Domijan, A.-M. (2016). Spectrophotometric Determination of Malondialdehyde in Urine Suitable for Epidemiological Studies. Croatica Chemica Acta, 89(1), 133–139. https://doi.org/10.5562/cca2902
Zhang, H., Chen, D., Ma, H., & Cheng, P. (2015). Real‐Time detection of traces of benzaldehyde in benzyl alcohol as a solvent by a flexible lanthanide microporous Metal–Organic framework. Chemistry, 21(44), 15854–15859. https://doi.org/10.1002/chem.201502033
Zhang, Y., Cheng, Y., Cai, H., He, S., Shan, Q., Zhao, H., Chen, Y., & Wang, B. (2017). Catalyst-free aerobic oxidation of aldehydes into acids in water under mild conditions. Green Chemistry, 19(23), 5708–5713. https://doi.org/10.1039/c7gc02983g
Zhou, Q. (2011). Development of New Analytical Methods for Aroma Analysis and Investigation of Impact of Native Yeasts on Wine Aroma. [Doctoral dissertation, Oregon State University]. http://ir.library.oregonstate.edu/xmlui/handle/1957/61619
Завантаження
Опубліковано
Номер
Розділ
Ліцензія
Авторське право (c) 2024 Anastasiia MOSENDZ, Maryna ZUI
Ця робота ліцензується відповідно до ліцензії Creative Commons Attribution 4.0 International License.
